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实验动物操作技术
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急性动物实验中常用的手术方法
实验动物的急救措施
实验动物处死方法
实验动物用药量的计算
实验动物体液采集方法
 实验小鼠给药和采血方法
急性动物实验中常用的手术方法

急性动物实验中常以血压、呼吸等为指标,以静脉注射、放血等为实验方法。需要曝露气管、颈总动脉,颈外静脉,股动脉,股静脉,并做相应的插管,以及分离迷走神经,减压神经及股神经等。因此手术主要颈部及股部进行,现分述如下:

  (一)兔、狗颈部手术

  颈部手术的目的在于暴露气管、颈部血管并作相应的插管以及分离神经等。颈部手术成败的关键在于熟悉动物颈部及手术要领,防止损伤血管和神经现以兔为例,说明如下:

  1.家兔背位固定于兔台上,颈部剪毛。

  2.动物麻醉 一般作局部浸润麻醉,在颈部正中线皮下注1%普鲁卡因,亦可选用20%乌拉坦作全身麻醉。

  3.气管及颈部血管神经分离术

  ⑴气管暴露术:用手术刀沿颈部正中线从甲状软骨处向下靠近胸骨上缘作一切口(兔长约4~6cm,狗的长约10cm);因兔颈部皮肤较松驰亦可用手术剪沿正中线剪开。切开皮肤后,以气管为标志从正中线用止血钳钝性分离正中的肌群和筋膜即可暴露气管,分离食道与气管,在气管下穿过一条粗线备用。

  ⑵颈总动脉分离术:正中切开皮肤及皮下筋膜,暴露肌肉。将肌肉层与皮下组织分开。此时清楚可见在颈中部位有两层肌肉。一层与气管平行,复于气管上,为胸骨舌骨肌。其上又有一层肌肉呈V字形走行向左右两侧分开。此层为胸锁乳突肌。用镊子轻轻夹住一侧的胸锁乳突肌,用止血钳在两层肌肉的交接处(即V形沟内)将它分开(注意,切勿在肌肉中分,以防出血)。在沟底部即可见到有搏动的颈总动鞘。用眼科镊子(或纹式止血钳)细心剥开鞘膜,避开鞘膜内神经,分离出长约3-4cm的颈总动脉,左其下穿两根线备用。

  颈动脉窦分离术:在剥离两侧颈总动脉基础上,继续小心地沿两侧上方深处剥离,直至颈总动脉分叉处膨大部分,即为颈动脉窦,剥离时勿损伤附近的血管神经。

  ⑶颈部迷走、交感、减压神经分离术:于家兔颈部,在找到颈动脉鞘以后,将颈总动脉附近的结缔组织薄膜镊住,并轻拉向外侧使薄膜张开,即可见薄膜上数条神经,根据各条神经的形态、位置和走向等特点来辨认,迷走神经最粗,外观最白,位于颈总动脉外侧,易于识别。交感神经比迷走神经细,位于颈总动脉的内侧,呈浅灰色;减压神经细如头发,位于迷走神经和交感神经之间,在家兔为一独立的神经,沿交感神经外侧后行走,但在人、狗此神经并不单独行走,而是行走于迷走、交感干或迷走神经中。将神经细心分离出2-3cm长即可,然后各穿细线备用。

  ⑷颈外静脉暴露术 颈外静脉浅,位于颈部皮下,其属支外腭静脉和内腭静脉,颈部正中切口后,用手指从皮肤外将一侧部组织顶起,在胸锁突乳肌外缘,即可见很粗而明显的颈外静脉。仔细分离长约3-4cm的颈外静脉,穿两线备用。

  4.气管及颈部血管插管术

  在前述分离术的基础上,按需要选作下列插管术。

  ⑴气管插管术:暴露气管后在气管中段,于两软骨环之间,剪开气管口径之半,在向头端作一小纵切口呈倒“T”形。用镊子夹住T形切口的一角,将适当口径的气管套管由切口向心端插入气管腔内,用粗线扎紧,再将结扎线固定于“Y”形气管插管分叉处,以防气管套管脱出。

  ⑵颈总动脉插管术:颈总动脉主要用于测量颈动脉压。为此,在插管前需使动物肝素化,并将口径适宜的充满抗凝液体(也可用生理盐水)的动脉套管(也可用塑料管)准备好,将颈总动脉离心端结扎线之间。插管时以左手拇指及中指拉住离心端结扎线头,食指从血管背后轻扶血管。右手持锐利的眼科剪,使与血管呈45度角,在紧靠离心端结扎线处向心一剪,剪开动脉壁之周径1/3左右(若重复数剪易造成切缘不齐,当插管时易造成动脉内膜内卷或插入层间而失败),然后持动脉套管,以其尖端余面与动脉平均地向心方向插入动脉内,用细线扎紧并在套管分叉处打结固定。最后将动脉套管作适当固定,以保证测压时血液进出套管之通畅。

  ⑶颈外静脉插管术:颈外静脉可用于注射、输液和中尽静脉压之测量。血管套管插入方法与股静脉相似,现将用于中心静脉压测量的插和作一简介:

  在插管前先将兔肝素化,并将联接静脉压检压计的细塑料管导管充盈含肝素之生理盐水。在导管上作一长5-8cm的记号,导管准备好后,先将静脉远心端结扎,靠近结扎点的向心端作一剪口,将导管插入剪口,然后一边拉结扎线头使颈外静脉与颈矢状面、冠状面各呈45度角,一边轻柔地向心端缓慢插入,遇有阻抗即退回改变角度重插,切不可硬插(易插破静脉进入胸腔)一般达导管上记号为止,此时可达右心房入口处。若导管插管成功,则可见静脉压检压计水面或漂浮于中心静脉压数值附近随呼吸而上下波动。

  (二)兔、狗股部手术

   股部手术目的在于分离股神经、股动、静脉及进行股动、静脉插管,以备放血、输血输液、注射药物等用。狗肌部神经、血管解剖特点

  狗、兔等动物手术方法基本相同。现以兔为例其基本步骤如下:

  1.动物背位固定于兔台上,腹股沟部剪毛。

  2.用手指触摸股动脉搏动,辨明动脉走向,在该处作局部麻醉并作方向一致长约4-5cm的切口。用止血钳小心分离肌肉及深部筋膜,便清楚地暴露出股三角区。骨三角区上界为鼠蹊韧带,内界为缝匠肌,外界为内收长肌。肌动脉及神经即由此三角区通过。股神经位于外侧,股静脉位于内侧,肌动脉位于中间偏后。

  3.用止血钳细心将股神经首先分出,然后分离股动、静脉间的结缔组织,清楚地暴露股静脉,如作插管可分离出一段静脉(约2-2.5cm)。穿两根细线备用。再仔细分离股动脉,将股动脉与其部的组织分离开,长约2-2.5cm。切勿伤及股动脉分支。动脉下方穿两根细线备用。

  4.在动物行肝素化后作股动、静脉插管。狗的血管粗大,插管较易。家兔血管细,插管较难;因此要细致耐心和掌握要领。

  (1)股动脉插管术:于肌动脉近心端用动脉夹夹住,近心端用细线结扎,牵引此线在贴近远心端结扎处剪开血管向心插入动脉套针或塑料管,结扎固定后备放血或注射用。

  (2)股静脉插管术:股静脉插管术,除不需用动脉夹外,基本与股动脉插管相同。但因静脉于远心端结扎后静脉塌陷呈细线状,较难插管,因此可试用静脉充盈插管法。即:在股静脉近心端用血管夹夹住(也可用线提起),活动肢体使股静脉充盈,股静脉远心端结扎线打一活扣,待手术者剪口插入套针后,再由助手迅速结扎紧。

实验动物的急救措施

当实验进行中因麻醉过量、大失血、过强的创伤、窒息等各种原因,而使动物血压急剧下降甚至测不到。呼吸极慢而夫规则甚至呼吸停止、角膜反射消失等临床死亡症状时,应立即进行急救。急救的方法可根据动物情况而定。对狗、兔、猫常用的急救措施有下面几种。

  (一)针刺

  针刺人中穴对挽救家兔效果较好。对狗用每分钟几百次频率的脉冲电刺激膈神经效果较好。

  (二)注射强心剂

  可以静脉注射0.1%肾上腺素1ml,必要时直接作心脏内注射。肾上腺素具有增强心肌收缩力,使心肌收缩幅度增大与加速房室传导速度、扩张冠状动脉、增强心肌供血、供氧及改善心肌代谢、刺激高位及低位心脏起搏点等作用。

  当动物注射肾上腺素后,如心脏已搏动但极为无力时,可从静脉或心腔内注射1%氯化钙5ml。钙离子可兴奋心肌紧张力,而使心肌收缩加强,血压上升。

  (三)注射呼吸中枢兴奋药

  可从静脉注射山梗莱碱或尼可刹米。给药剂量和药理作用如下:

  尼可刹米:每条动物一次注25%1ml。此药可直接兴奋延髓呼吸中枢,使呼吸加速加深;对血管运动中枢的兴奋作用较弱。在动物抑制情况下作用更明显。

  山梗莱碱:每条动物一次可注入1%0.5ml。此药可刺激颈动脉体的化学感受器,反射性地兴奋呼吸中枢;同时此药对呼吸中枢还有轻微的直接兴奋作用。作为呼吸兴奋药,它比其他药作用迅速而显著。呼吸可迅速加深加快,血压亦同时升高。

  (四)动脉快速注射高渗葡萄糖液

  一般常采用经动物肌动脉逆血流加压、快速、冲击式的注入40%葡萄糖溶液。注射量根据动物而定,如狗可按2-3ml/kg体重计算。这样可刺激动物血管内感受器,反射性地引起血压呼吸的改善。

  (五)动脉快速输血、输液

  在作失血性休克或死亡复活等实验时采用。可在动物股动脉插一软塑料套管,连接加压输液装置(血压计连接输液瓶上口,下口通过胶皮管连接塑料套管)。当动物发生临床死亡时,即可加压(180-2000mmHg)快速从股动脉输血和低分子右旋糖酐。如实验前动物曾用肝素抗凝,由于微循环血管中始终保持通畅,不出现血管中血液凝固现象,因此就是动物出现临床死亡后数分钟,采用此种急救措施仍易救活。

  (六)人工呼吸

  可采用双手压迫动物胸廓进行人工呼吸。如有电动人工呼吸器,可行气管分离插管后,再连接人工呼吸器进行人工呼吸。一旦见到动物自动呼吸恢复,即可停止人工呼吸。

  有条件时,当动物呼吸停止,而心搏极弱或刚停止时,可用5%CO 2 和60%O 2 的混合气体进行人工呼吸,效果更好。

  采用人工呼吸器时,应调整其容量:大鼠为50次/分钟,每次8ml/kg(即400ml/kg/分钟);兔和猫为30次/分钟,每次10ml/kg(即300ml/kg/分钟);犬为20次/分钟,每次100ml/kg(即2000ml/kg/分钟)。

实验动物用药量的计算

动物实验所用的药物剂量,一般按mg/kg体重或g/kg体重计算,应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量(ml数),以便给药。

  例1:计算给体重1.8kg的家兔,静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉,按每kg体重1g的剂量注射,应注射多少ml?

  计算方法:兔每kg体重需注射1g,注射液为20%,则氨基甲酸乙酯溶液的注射量应为5ml/kg体重,现在兔体重为1.8kg,应注射20%氨基甲酸乙酯溶液用量=5×1.8=9ml。

  例2:计算给体重23g的小白鼠,注射盐酸吗啡15mg/kg重,溶液浓度为0.1%,应注射多少ml?

  计算方法:小白鼠每kg体重需吗啡的量为15mg,则0.1%盐酸吗啡溶液的注射量应为15ml/kg体重,现小白鼠体重为23g,应注射0.1%盐酸吗啡溶液的用量=15×0.023=0.345ml。

实验动物体液采集方法

一、 血液的采集

二、 尿液的采集

实验动物的尿液常用代谢笼采集,也可通过其他装置来采集。

(一)、用代谢笼采集尿液

代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液,是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼,有的代谢笼除可收集尿液外,又可收集粪便和动物呼出的 CO 2 。一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物,可通过其特殊装置收集尿液。

(二)、导尿法收集尿液

施行导尿术,较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉,导尿时将实验动物仰卧固定,用甘油润滑导尿管。对雄性动物,操作员用一只手握住阴茎,另一只手将阴茎包皮向下,暴露龟头,使尿道口张开,将导尿管缓慢插入,导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感,此时注意动作轻柔,继续向膀胱推进导尿管,即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴道前庭,导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口,其后操作同雄性动物导尿术。

用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作,可收集到无菌尿液。

(三)输尿管插管采集尿液

一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后,将膀胱牵拉至腹腔外,暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎,于输尿管结扎处上方剪一小口,向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管,用线结扎固定插管,即可见尿液从插管滴出,可以收集。采尿过程中要用 38 ℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。

(四)压迫膀胱采集尿液

实验人员用手在实验动物下腹部加压,手法既轻柔又有力。当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时,尿液会自动流出,即行收集。

(五)穿刺膀胱采集尿液

实验动物麻醉固定后,剪去下腹部耻骨联合之上,腹正中线两侧的被毛,消毒后用注射针头接注射器穿刺。取钝角进针,针头穿过皮肤后稍微改变角度,以避免穿刺后漏尿,然后刺向膀胱方向,边缓慢进针边回抽,直到抽到尿液为止。

(六)剖腹采集尿液

按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备,其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱,直视下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁,从镊子下方的膀胱壁进针抽尿。

(七)提鼠采集尿液

鼠类被人抓住尾巴提起即出现排尿反射,以小鼠的这种反射最明显。可以利用这一反射收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后,尿滴挂在尿道外口附近的被毛上,不会马上流走,操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。

三、 胸水和腹水的采集

(一)胸水的采集

主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水,也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。

1. 穿刺点定位

于实验动物腋后线第 11~12 肋间隙穿刺,穿刺针紧贴肋骨上缘,否则容易损伤肋间神经。也可在胸壁近胸骨左侧缘第 4~5 肋间隙穿刺。

2. 穿刺方法

实验动物取立位或半卧位固定,局部皮肤去毛、消毒、麻醉,穿刺针头与注射器之间接三通连接装置,实验人员以左手拇指、食指绷紧局部皮肤,右手握穿刺针紧靠肋骨下缘处垂直进针,穿刺肋间肌时产生一定阻力,当阻力消失有落空感时,说明已刺入胸膜腔,用左手固定穿刺针,打开三通连接装置,缓慢抽取胸水。

(二)腹水的采集

实验动物被固定于站立位。局部皮肤去毛、消毒、麻醉。用无菌止血钳小心提起皮肤,右手持小针头或穿刺套管针沿下腹部靠腹壁正中线处轻轻垂直刺入,注意不可刺入太深,以免损伤内脏,针头有落空感后,说明穿刺针已

四、 分泌液的采集

(一)阴道分泌物的采集

适于观察阴道角质化上皮细胞。

1. 滴管冲洗法

用消毒滴管吸取少量生理盐水仔细、反复冲洗被检雌性动物阴道,将冲洗液吸出滴在载波片上晾干后染色镜检。也可直接将冲洗液置于低倍显微镜下观察,根据细胞类型变化鉴别实验动物动情周期中的不同时期。

2. 檫拭法

用生理盐水将消毒棉拭子湿润后,挤干棉拭子上的生理盐水,轻轻插入雌性动物阴道内,沿阴道内壁檫拭、转动,然后取出并作阴道涂片,进行镜检。

(二)精液的采集

1. 人工阴道套采精液法

本法适用于犬、猪、羊等大动物,采用特制的人工阴道套套在实验动物阴茎上采集精液。采精时,一手捏住阴道套,套住雄性动物的阴茎,以完全套住雄性动物的阴茎为佳,插入阴道套后,若实验动物发出低叫声,表明已经射精。此时可取下阴道套,拆下采精瓶,取出精液,迅速做有关检查。

2. 阴道栓采精法

本法是将阴道栓涂片染色,镜检凝固的精液。阴道栓是雄性大、小鼠的精液和雌性阴道分泌物混合,在雌鼠阴道内凝结而成白色稍透明、圆锥形的栓状物,一般交配后 2~4 小时即可在雌鼠阴道口形成,并可在阴道停留 12~24 小时。

3. 其他采精液法

用电流等物理方法刺激雄性动物的阴茎或其他性敏感区,使雄性动物被刺激发情,直至射精,用采精瓶采集射出的精液。

(三)乳汁的采集

用按摩挤奶收集乳汁的方法适合犬、猪、羊等大动物乳汁的采集。选用哺乳期的实验动物,在早上采集乳汁量最多,用手指轻轻按摩实验动物乳头,使乳汁自然流出,如乳汁不能自然流出,可张开手掌从乳房基底部朝乳头方向按摩、挤呀整个乳房,即可挤出乳汁。

五、 骨髓的采集

采集骨髓一般选择胸骨、肋骨、髁骨、胫骨和股骨等造血功能活跃的骨组织。猴、犬、羊等大动物骨髓的采集用活体穿刺取骨髓的方法;大、小鼠等小动物骨头小难穿刺,只能剖杀后采胸骨、股骨的骨髓。

(一)猴、犬、羊等的骨髓采集法

1. 骨髓穿刺点定位

( 1 )胸骨:穿刺部位在胸骨中线,胸骨体与胸骨柄连接处,或选胸骨上 1/3 部。

( 2 )胫骨:穿刺部位在胫骨内侧,胫骨上端的下方 1 厘米处。

( 3 )肋骨:穿刺部位在第 5~7 肋骨各自的中点上。

( 4 )髁骨:穿刺部位在髁前上棘后 2~3 厘米的髁嵴。

( 5 )股骨:穿刺部位在股骨内侧面,靠下端的凹面处。

2. 骨髓穿刺方法

( 1 )实验动物按要求固定,穿刺部位去毛、消毒、麻醉,要求局部麻醉范围直达骨膜,也可作全麻。

( 2 )操作人员带消毒手套,确定穿刺点,估计从皮肤到骨髓的距离并依此固定骨髓穿刺针长度。左手拇、食指绷紧穿刺点周围皮肤,右手持穿刺针在穿刺点垂直进针,小弧度左右旋转钻入,当有落空感时表示针尖已进入骨髓腔。用左手固定穿刺针,右手抽出针芯,连接注射器缓慢抽吸骨髓组织,当注射器内抽到少许骨髓时立即停止抽吸,取出注射器将骨髓推注到载玻片上,迅速涂片数张,以备染色镜检。

( 3 )左手压住穿刺点周围皮肤,迅速拔出穿刺针,用棉球压迫数分钟。如穿刺的是肋骨,除压迫止血外,还需胶布封贴穿刺点,防止发生气胸。

(二)大鼠、小鼠的骨髓采集法

将实验动物剖杀、固定,解剖取出股骨或胸骨,于第三胸骨节处剪断,将其断面的骨髓挤在有稀释液的试管内或玻片上,继而涂片、染色、镜检。

实验动物处死方法

实验动物的处死方法很多,应根据动物实验目的、实验动物品种(品系)、以及需要采集标本的部位等因素,选择不同的处死方法。无论采用哪一种方法,都应遵循安乐死的原则。安乐死是指在不影响动物实验结果的前提下,使实验动物短时间无痛苦地死亡。处死实验动物时应注意,首先要保证实验人员的安全;其次要确认实验动物已经死亡,通过对呼吸、心跳、瞳孔、神经反射等指征的观察,对死亡作出综合判断;再者要注意环保,避免污染环境,还要妥善处理好尸体。

一、 颈椎脱臼处死法

此法是将实验动物的颈椎脱臼,断离脊髓致死,为大、小鼠最常用的处死方法。操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部,右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方,造成颈椎脱臼,脊髓与脑干断离,实验动物立即死亡。

二、 断头处死法

此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时,实验人员用左手按住实验动物的背部,拇指夹住实验动物右腋窝,食指和中指夹住左前肢,右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断,使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。

三、 击打头盖骨处死法

主要用于豚鼠和兔的处死。操作时抓住实验动物尾部并提起,用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部,使大脑中枢遭到破坏,实验动物痉挛并死亡。

四、 放血处死法

此法适用于各种实验动物。具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血,导致急性大出血、休克、死亡。

犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下,在股三角做横切口,将股动脉、股静脉全部暴露并切断,让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液,既可保持血液畅流无阻,又可保持操作台清洁,使实验动物急性大出血死亡。

五、 空气栓塞处死法

处死兔、猫、犬常用此法。向实验动物静脉内注入一定量的空气,形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞,或导致心腔内充满气泡,心脏收缩时气泡变小,心脏舒张时气泡变大,从而影响回心血液量和心输出量,引起循环障碍、休克、死亡。空气栓塞处死法注入的空气量,猫和兔为 20~50ml ,犬为 90~160ml 。

六、 过量麻醉处死法

此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药(投药量为深麻醉时的 30 倍),或让动物吸入过量的乙醚,使实验动物中枢神经经过过度抑制,导致死亡。

七、 毒气处死法

让实验动物吸入大量 CO 2 等气体而中毒死亡。

实验小鼠给药和采血方法

(一)给药方法

1. 灌胃给药

小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成,喂管长约 1nm ,喂管尖端焊有一金属小圆球,金属球中空,用途是防止喂管插入时造成损伤。金属球弯成 20 度角,以适应口腔与食道之间弯曲。将喂管插头紧紧连接在注射器的接口上,吸入定量的药液;左手捉住小鼠,右手拿起准备好的注射器。将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部,顺咽后壁轻轻往下推,喂管会顺着食管滑入小鼠的胃,插入深度约 3cm 。用中指与拇指捏住针筒,食指按着针竿的头慢慢往下压,即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。在插入过程中如遇到阻力或可看见 1/3 的针管,则江喂管取出重新插入,因为这时灌胃并没有插入胃中。

2. 注射给药

( 1 )皮下注射给药

皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织,经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。注射量约为 0.1-0.3ml/10g 体重。

( 2 )皮内注射给药

是将药液注入皮肤的表皮河真皮之间,观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应,接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉,局部常规消毒,左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连接 4.5 针头穿刺,针头进入皮肤浅层,再向上挑起并梢刺入,将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘,而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为 0.1ml/ 次。

( 3 )肌肉注射给药

小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射。操作时 1 人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的 1 条后肢,右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈 90 °角迅速插入 1/4, 注入药液 . 用药量不超过 0.1ml/10g 体重 .

(4) 静脉注射给药

将小鼠放在金属笼或鼠夹中 , 通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴 , 用左手抓住小鼠尾巴中部 . 小鼠的尾部有 2 条动脉和 3 条静脉 ,2 条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面 ,3 条静脉呈品字型分布 , 一般采用左右两恻的静脉 . 拔去沿尾部静脉走向的毛 , 置尾巴于 45-50 ℃温水中浸泡几分钟或用 75% 酒精棉球反复擦拭尾部 , 以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的 . 行尾部静脉注射时 , 以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻 , 使静脉更为充盈 , 用中指从下面托起尾巴 , 以无名指夹住尾巴的末梢 , 右手持 4 号针头注射器 , 使针头与静脉平行 ( 小于 30 °角 ), 从尾巴的下 1/4 处进针 , 开始注入药物时应缓慢 , 仔细观察 , 如果无阻力 , 无白色皮丘出现 , 说明已刺入血管 , 可正式注入药物 . 有的实验需连日反复尾静脉注射给药 , 注射部位应尽可能从尾端开始 , 按次序向尾根部移动 , 更换血管位置注射给药。注射量为 0.05-0.1ml/10g 体重。拔出针头后,用拇指按住注射部位轻压 1-2min ,防止出血。

( 5 )腹腔注射

左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针 3nm 左右,接着使注射针头与皮肤呈 45 °角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。注射量为 0.1-0.2ml/10g 体重。

(二)采血

1. 剪尾采血

左手拇指和食指从背部抓住小鼠颈部皮肤,将小鼠头朝下,小鼠保定后将其尾巴置于 50 °热水中浸泡数分钟,使尾部血管充盈。擦干尾部,再用剪刀或刀片剪去尾尖 1-2mm ,用试管接流出的血液,同时自尾根部向尾尖按摩。取血后用棉球压迫止血并用 6% 液体火棉胶涂在伤口处止血。每次采血量 0.1mL 。

2. 摘除眼球采血

左手抓住小鼠颈部皮肤,轻压在实验台上,取侧卧位,左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压,使眼球突出。用眼科弯镊迅速夹去眼球,将鼠倒立,用器皿接住流出的血液。采血完毕立即用纱布压迫止血。每次采血量 0.6-0.1mL 。

3. 心脏采血

小鼠仰卧位固定,剪去胸前区被毛,皮肤消毒后,用左手食指在左侧第 3-4 肋间触摸到心搏处,右手持带有 4-5 号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当刺中心脏时,血液会自动进入注射器。每次采血量 0.5-0.6mL 。

4. 断头采血

右手用剪刀剪断小鼠颈部约 1/2-4/5 ,让血液流入试管。此法可采血 0.8-1.2mL 。

 

 

 

 

 
 
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